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U

niversidad Autónoma del Estado de México


Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia


PROTOCOLO DE TESIS.

Tasa de preñez en ovejas Inseminadas Artificialmente con semen refrigerado diluido en agua de coco en polvo

QUE PRESENTA:
ADRIANA ZAMORA ESPINOSA
ASESORES:

M.V.Z. EPO. ARTURO GOMEZ GONZALEZ. M.V.Z. EPO. JORGE OSORIO AVALOS

GRUPO: 403
JUNIO DE 2005
INTRODUCCIÓN

La inseminación artificial (IA), es la colocación del semen por medios mecánicos en el tracto reproductor de las hembras (De Lucas, 2004).
En la actualidad, la inseminación artificial en ovinos se emplea en forma comercial en varios países, sin embargo, su difusión se ha visto limitada y en general utilizada en baja escala debido a las dificultades encontradas en el manejo del semen, en las bajas tasas de concepción y en los altos costos (De Lucas, 2004).
En México la inseminación artificial es una técnica poco difundida y utilizada, limitándose a proyectos de investigación, algunos productores que la empiezan a utilizar en animales de alto precio, aunque no necesariamente de alto valor genético y a otros cuantos productores que lo manejan a través de ciertos programas de transferencia de tecnología (De Lucas, 2004).
La inseminación artificial puede constituirse en una herramienta útil para el rápido mejoramiento genético de los rebaños al posibilitar disminuir el diferencial de selección por el mejor uso de los carneros de alta calidad, incrementando el mejoramiento genético anual y generacional. Además permitirá a los pequeños productores el acceso a semen de calidad, ya que en la actualidad la compra y el mantenimiento de machos mejorados está fuera del alcance del productor medio (Del Campo, 1990).
El manejo del semen como punto esencial para la inseminación artificial, requiere en su procesamiento un manejo cuidadoso y delicado con un diluyente capaz de mantener el poder fecundante de los espermatozoides desde su recogida hasta la fecundación. En la actualidad existen numerosos diluyentes naturales y comerciales, tratando de cubrir los requisitos esenciales para lograr la viabilidad del semen; sin embargo se siguen buscando alternativas que ofrezcan un medio confortable a los espermatozoides con el objetivo final de aumentar las tasas de preñez (Daza, 1997).
El agua de coco, por ser pobre en fosfolípidos, se presenta como un diluyente favorable, facilitando un excelente comportamiento del semen caprino, tanto in Vitro como in vivo. Esta alternativa de dilutor ha presentado resultados satisfactorios con el semen diluido y enfriado a 4° C, presentando tasas de preñez superiores a otros, además de obtenerse mayor número de crías hembras (Nunes, 2001).

1

REVISION DE LITERATURA
Capítulo I. Inseminación Artificial (IA)
La inseminación artificial es el método de reproducción en el que los espermatozoides son transportados al tracto genital femenino, a través de medios mecánicos que sustituyen los habituales órganos especializados del macho. (Del Campo, 1990). Este método constituye un eficiente aprovechamiento del potencial genético de reproductores que mejoran la calidad de los rebaños (Nunes, 2001), incrementando notoriamente la cantidad de hembras que puedan gestarse con un solo reproductor.
La IA en los ovinos ha sido utilizada desde los años veinte en la entonces Unión Soviética (De Lucas, 2004); hasta ese entonces el semen era usado en forma natural y solo por pocas horas, pero en el año de 1940 Phillips P. y Lardy logran un diluyente a base de fosfato de sodio y potasio, que agregado a la yema de huevo y enfriado permite la sobre vivencia de los espermatozoides durante varios días (Del Campo, 1990).
En general la IA en los ovinos evolucionó conjuntamente con la de los bovinos, pero su difusión se ha visto limitada fundamentalmente a las dificultades encontradas en el manejo del semen, en las bajas tasas de concepción y los altos costos. (De Lucas, 2004 y Salomón et. al. 2000).

Capítulo II El semen y sus componentes
El semen está compuesto por una porción celular o espermática en un 26 % y otra porción líquida constituida por el plasma seminal formando el 74 % restante al eyaculado (Del Campo, 1993). Desde el punto de vista químico, el semen se encuentra integrado por un 86 % de agua y el 14 % de materia seca, incluyendo minerales (sales de potasio, sodio, calcio y fósforo), varios aminoácidos, carbohidratos, polisacáridos, ácido láctico y cítrico, proteínas, vitaminas y enzimas (Bearden, 1982).
2.1. Morfología normal de los espermatozoides
El espermatozoide normal está compuesto de una cabeza y una cola dividida en una pieza intermedia, una pieza principal y una pieza terminal (Del Campo, 1993).
Los componentes importantes de la cabeza incluyen el núcleo que contiene el código genético, la cubierta post-nuclear y el acrosoma que contiene las enzimas necesarias para la penetración de la corona radiada y la zona pelúcida durante la fertilización (Del Campo, 1993).
En la pieza intermedia se encuentra el manto mitocondrial que contiene enzimas que convierten la fructosa y otros substratos energéticos en compuestos de alta energía que pueden ser utilizados por el espermatozoide (Del Campo, 1993).
La pieza terminal difiere de la pieza principal por carecer de una cubierta protectora, pero ambas son de suma importancia por poseer el filamento axial que se compone de un haz de fibrillas que al contraerse impulsan la movilidad del espermatozoide (Del Campo, 1993).


2.2. Composición del plasma seminal
Esta porción del eyaculado sirve como medio nutritivo y amortiguador suspendiendo a los espermatozoides y manteniendo su fertilidad, es ligeramente ácido en los ovinos con una presión osmótica similar a la del plasma seminal (Del Campo, 1993).
A continuación se esquematizan los componentes del plasma seminal:
Iones inorgánicos; sodio y cloro, pero también calcio y magnesio en menores cantidades (Del Campo, 1993).
Agentes amortiguadores; el principal es el bicarbonato, encargado de evitar cambios bruscos en el pH seminal, pero este no es suficiente para prevenir la reducción del pH cuando se almacena el semen. Por lo tanto, los buenos diluyentes seminales deben tener capacidad amortiguadora (Del Campo, 1993).
Substratos de energía como sorbitol, glicerilfosforilcolina (GPC) y la fructosa, encontrada en grandes cantidades en el semen ovino , y otros compuestos como el ácido cítrico (Del Campo, 1993).

Capítulo III Evaluación del semen
A pesar de que el porcentaje de preñez es el único test capaz de predecir con un 100% de eficacia, el grado de fertilidad de un reproductor, en seguida se enlistan las diferentes pruebas realizadas para tratar de evaluar la calidad del semen (Bearden y Fuquay, 1992):
3.1. Tests macroscópicos


  • Volumen: la producción volumétrica del carnero fluctúa alrededor de 0.5 a 2.0 ml, variando de sobremanera por la edad, estación reproductiva, estado sanitario y nutritivo, régimen sexual, excitación y volumen testicular (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Movilidad en masa: resulta seguramente el aspecto más importante a considerar, resultando de la intensidad de movilidad de espermatozoides, cantidad total de espermatozoides y porcentaje de espermatozoides vivos (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Olor: el semen normal debe ser inodoro (Bearden y Fuquay, 1982).




  • Color y aspecto: Blanco- cremoso, variando de acuerdo a la concentración, por ejemplo, un semen con aspecto lechoso nos puede indicar una baja concentración y un semen acuoso incluso puede indicar azoospermia (Guzmán, 2004).


3.2. Tests microscópicos:
Motilidad masal:


  • Movilidad individual: entendiendo la forma de desplazamiento del espermatozoide, pudiendo ser progresiva o normal siendo la de mayor utilidad, pero puede que sea oscilante, vibratoria o en retroceso. Esta prueba puede evaluarse por medio de técnicas simples que incluyen la gota libre, gota pendiente, gota aplastada o bien incluida en vaselina, es importante mencionar que las pruebas deben ser realizadas a temperaturas de 37 a 40° C para obtener datos con mayor presición (Galina, 1991).




  • Concentración: determinada en el microscopio o a través de la espectrofotometría, indicando la cantidad de espermatozoides en cada mililitro de semen (Nunes, 2001). Conteo por cámara de cuenta glóbulos (Neubauer).




  • Morfología: Tiene verdadera importancia en el estudio de la valoración del semen, ya que el porcentaje de espermatozoides anormales está directamente relacionado a la fertilidad, su estudio deberá realizarse en frotis con tinciones de eosina-nigrosina o tinta china (Del Campo, 1990). El semen normal del carnero no deberá exceder el 15 % de elementos anormales (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Determinación del porcentaje de espermatozoides muertos: esta prueba fue utilizada por primera vez en 1942 por Lasley y colaboradores, utilizando colorantes que eran absorbidos solo por las células muertas, entre los colorantes mas utilizados se encuentra la eosina-nigrosina, rosa de bengala y rojo congo (Del Campo,1993).




  • Pureza: debiéndose evitar cualquier elemento morfológico ajeno a los espermatozoides, en realidad esto se evita extrayendo el semen de una forma aséptica a un carnero saludable (Bearden y Fuquay, 1992).


3.3. Tests biológicos:


  • Porcentaje de preñez resultante de sus servicios llevados a cabo en hembras sanas y bajo condiciones normales (Daza, 1997).




  • Resistencia del espermatozoide al shock térmico y a concentraciones de cloruro de sodio (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Viabilidad o sobre vivencia, ya que también mantiene relación directa con el grado de fertilidad (Daza, 1997).


3.4. Tests bioquímicos:


  • Coeficiente respiratorio, tiene la desventaja de ser un proceso delicado (Daza, 1997).




  • Índice de fructólisis, derivado de la importancia energética que representa para el espermatozoide (Del Campo, 1993).




  • Poder deshidrogenante, utilizando azul de metileno, fue ideada por Sorensen en 1941; en esta prueba se mide el tiempo que tarda el semen en decolorar el azul, indicando la actividad de los espermatozoides (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Acidez, debiendo oscilar de un pH de 6.8, dependiendo directamente de la concentración del semen, virando a la acidez en muestras muy concentradas debido a la actividad metabólica de los espermatozoides (Guzmán, 2004).



Capítulo IV Almacenamiento del semen

4.1. Importancia y propiedades de los diluyentes del semen

Un diluyente es todo aquel compuesto que va a brindar protección al espermatozoide y volumen al eyaculado por periodos cortos o largos de tiempo al conservar su metabolismo, viabilidad y fertilidad (Guzmán, 2004). A continuación se enumeran los hechos más relevantes en la historia con respecto a la dilución:


  • Kolliker en 1860 estudia el comportamiento de los espermatozoides en diferentes líquidos (Galina, 1991).




  • Iwanow en 1912 utiliza varias soluciones salinas para diluir el semen (Galina, 1991).




  • Schersten en 1936 descubre el citrato de sodio en las secreciones del cuello uterino (Galina, 1991).




  • Milowanow en 1940 agrega glucosa como fuente de energía (Galina, 1991).




  • Phillips en 1939 observa que la yema de huevo protege a los espermatozoides contra el choque por frío (Galina, 1991).




  • Salisbury, Fuller y Willet en 1941 crean un diluyente a base de citrato de sodio y yema de huevo (Galina, 1991).



El éxito de la IA, particularmente en los ovinos, depende en gran medida del desarrollo de diluyentes satisfactorios de semen; los pioneros en la materia de IA encontraron que el semen no diluido vivía poco y sufría de un shock térmico al disminuir la temperatura de 5° C, provocando la muerte de muchos espermatozoides. Resultando obvio entonces que un diluyente satisfactorio debiendo cumplir ciertas características que a continuación se enumeran: (Bearden y Fuquay, 1982).


  1. Debe ser isotónico al semen al tener las mismas concentraciones de iones libres, ejemplo: citrato de sodio deshidratado a 2.9 % (Daza, 1997).




  1. Debe tener capacidad amortiguadora, evitando los cambios de pH al neutralizar los ácidos producidos por el metabolismo de los espermatozoides, ejemplo: solución isotónica de citrato de sodio (Galina, 1991).




  1. Los diluyentes deben proteger a los espermatozoides de las lesiones del choque por frío durante el enfriamiento de temperaturas corporales a 5° C, ejemplo: lecitinas y lipoproteínas encontradas en la yema de huevo o leche (Del Campo, 1990).




  1. Debe proporcionar nutrientes para el metabolismo de los espermatozoides, para que mantengan su actividad metabólica, ejemplo: yema de huevo, leche y algunos azúcares simples (Del Campo, 1990).




  1. Estar exento de cualquier sustancia o microorganismo potencialmente nocivo para los espermatozoides y para la fecundación y ulterior implantación del cigoto, por ejemplo: penicilina, estreptomicina Bearden y Fuquay, 1992).




  1. Restringir el crecimiento de microorganismos mediante la adición de antibióticos, antimicóticos y otras sustancias (Del Campo, 1993).




  1. El diluyente debe preservar la vida del espermatozoide con un mínimo de efecto sobre la fertilidad (Galina, 1991).




  1. Los espermatozoides deben estar protegidos contra daño durante la congelación y descongelación, ejemplo: glicerol (Bearden y Fuquay, 1992).



4.2. Dilución
La dilución del semen se justifica por razones técnicas de para poder inseminar a un mayor número de hembras que con semen no diluido y por razones biológicas para mantener el poder fecundante de los espermatozoides desde su recogida hasta la fecundación (Evans y Maxwell, 1990).
Para una dilución adecuada, es necesario utilizar semen que cumpla los estándares mencionados en el siguiente cuadro:



Características a cumplir por los inseminación artificial.

eyaculados para ser usados en

Volumen seminal

Mayor o igual a 0.7ml

Concentración espermática

Mayor a 3000 X 106 ml

Motilidad masal

Mayor o igual a 4 (escala 0-5)

Motilidad individual progresiva

Mayor o igual a 75 %

Endósmosis (+)

Mayor o igual a 80 %

Acrosomas normales

Mayor a 80

Volumen de inseminación

0.1 a 0.25 ml

Morfoanomalías

Menor a 20 %


4.2.1. Grado de dilución. La dilución del semen se debe hacer tan pronto como sea posible una vez recolectado. Tanto el diluente como el semen deben estar a una temperatura de 30° C para evitar un shock térmico, en seguida se procede a la adición del diluyente al semen, nunca al revés, ya que se pueden ocasionar trastornos en el eyaculado (Evans y Maxwell, 1990).
4.2.2. Volumen de inseminado. Puede variar ligeramente dentro de ciertos límites. El límite inferior viene determinado por el volumen mínimo que se puede manejar convenientemente y con cierta seguridad. El límite superior está determinado por la capacidad del órgano o lugar de inseminación para retener el semen (Evans y Maxwell, 1990).
Para la inseminación intrauterina se recomienda una dosis de 0.05 a 0.10 ml para cada cuerno (Evans y Maxwell, 1990).

4.2.3. Soluciones amortiguadoras utilizadas en los diluyentes del semen
Este tipo de soluciones son importantes para el mantenimiento del pH, así como ofrecer un medio isotónico (Bearden y Fuquay, 1992).


  • Solución amortiguadora fosfatada, fue un componente del primer diluyente de semen que se comunicó en 1939, compuesto por 2g de Na2HPO4.12H2O y 0.2g de KH2PO4 en 100ml de agua destilada. A pesar de una buena función amortiguadora es una solución poco utilizada, ya que al mezclarse con la yema de huevo ocasiona una visibilidad espermática deficiente (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Solución amortiguadora de citrato, compuesta por 2.9g de citrato de sodio deshidratado en 100ml de agua destilada remplazó rápidamente al anterior, por dar una visibilidad clara de los espermatozoides, aún después de su mezcla con la yema de huevo (Bearden y Fuquay, 1992).




  • Solución de amortiguador TRIS (hidroxi- metil- aminometano), esta sustancia parece de valor para prolongar la vida de los espermatozoides a la temperaturas desde 5° a -196° C; se compone de 3.028g de Tris, 1.678g de ácido cítrico y 1g de fructosa en 100ml de agua destilada (Bearden y Fuquay, 1992).


4.2.4. Bases de diluyentes
Los compuestos utilizados en la dilución de semen son múltiples; sin embargo, hasta el momento solo pocos han tenido un real éxito y una amplia utilización. Los dos más conocidos y empleados son los que tienen como base a la yema de huevo y el que tiene como base a la leche (Guzmán, 2004 y Evans, et. al.).


  • Yema de huevo, a través de sus compuestos lípido proteicos, resulta un excelente protector de la membrana espermática; posee además glucosa para ser metabolizada por los espermatozoides, elementos proteicos y vitamínicos, otorgando finalmente un interesante grado de viscosidad que hace al semen más manejable (6). Resulta un elemento imprescindible en casi todos los diluyentes, empleándose en una proporción que va del 3 al 20 % (7), esta deberá ser fresca y se recomienda previa limpieza del cascarón con alcohol (Evans y Maxwell, 1990).




  • Leche, siendo rica en citratos, fosfatos y azúcares; sin embargo contiene lactoninas, que son proteínas capaces de lesionar a los espermatozoides, por lo que deberán ser destruidas por calentamiento a 92-95° C durante 10 min., evitando su ebullición. La leche puede utilizarse: entera, homogeneizada, estandarizada, descremada o en polvo, pero todas ellas deberán ser sometidas a calentamiento (De Lucas, 2004).


4.2.5. Agentes antimicrobianos
Desde los años 40´s, se puso atención al problema de los contaminantes microbianos en el eyaculado; algunos patógenos y otros no, pero aún así los espermatozoides tenían que competir por nutrientes, lo que reducía la viabilidad de estos. Es entonces a final de esta década que se descubren los beneficios de añadir antibióticos y fungicidas a los diluyentes de semen. Tomando en cuenta la inocuidad de estos productos, se recomiendan (Bonadona, 1974):
1, 000 U.I. de penicilina por ml. del diluyente.

1,000 µg de estreptomicina y deshidroestreptomicina por ml del diluyente.

1,000 µg de polimixina B.
4.2.6. Diluyentes más comunes
Existen gran cantidad de diluyentes, desde los químicos, hasta aquellos que contienen sustancias orgánicas como la yema de huevo, leche y agua de coco. En seguida se mencionan los diferentes tipos de diluyentes (Galina, 1991):


  • Diluyentes para conservar el semen a temperatura ambiental dentro del rango de 15 a 25° C durante varios días (Galina, 1991).




  • Diluyentes para conservar el semen en refrigeración, en general a 4° C, sugiriendo el uso de leche, diluente a base de citrato de sodio y yema de huevo, Tris- yema de huevo y preparaciones comerciales; este semen puede utilizarse 2 a 3 días posteriores a la dilución (Galina, 1991).




  • Diluyentes para congelamiento, básicamente utilizando los mencionados anteriormente pero agregando un crioprotector, principalmente el glicerol (Galina, 1991).



Existen evidencias en trabajos Alvar et al., sin publicar, citado por Ramón (2000) en el trópico húmedo mexicano, utilizando semen refrigerado, obteniendo porcentajes de fertilidad muy variados dependiendo de la técnica de inseminación, la dosis de semen y diluyente utilizado, como se presenta en el siguiente cuadro:




TRATAMIENTOS







Dosis

Diluyente

Técnica de IA

Fertilidad (%)

50

Leche descremada

Intrauterina

54.4

50

Yema de huevo- citrato

Intrauterina

80

100

Leche descremada

Intrauterina

74

100

Yema de huevo- citrato

Intrauterina

76.9


4.3. Formas de utilización del semen


  1. Semen fresco a 15° C, ya sea puro o diluido, presentando mayor índice de fertilidad, pero representa limitantes prácticas (De Lucas, 2004).




  1. Semen refrigerado, conservado a 4-5° C y con una viabilidad limitada hasta 48 – 52 hrs (De Lucas, 2004).




  1. Semen congelado, conservado por tiempo indefinido a -196° C, pero con una aja considerable en su fertilidad (De Lucas, 2004).



Capítulo 5. Agua de coco empleada como dilutor
El agua de coco, por ser pobre en fosfolípidos, se presenta como un diluyente favorable, facilitando un excelente comportamiento del semen caprino, tanto in Vitro como in vivo. Este dilutor presenta resultados satisfactorios con el semen diluido y enfriado a 4° C (Nunes y Pérez, 2001).
5.1. Propiedades físico- químicas del agua de coco
El agua de coco (Cocus nucífera) está compuesta de soluciones ácidas naturales y estériles, conteniendo sales, proteínas, vitaminas, minerales y factores de crecimiento. Presenta una osmolaridad entorno de 500 miliosmoles y un pH de 4.5 (Nunes y Pérez, 2001).
La fertilidad de cabras inseminadas con semen diluido en agua de coco es superior a la leche. Además de obtenerse mayor número de crías del sexo femenino. Freitas en 1988, observó un alto porcentaje de crías (55 % de hembras vs 45 % machos), nacidas de inseminación en la cual se utilizó semen diluido en agua de coco. Estos resultados confirmaron la posible influencia del agua de coco sobre la preselección de espermatozoides con el cromosoma Y, favoreciendo de esta manera una mayor tasa de fecundación de los espermatozoides portadores del cromosoma X (Nunes y Pérez, 2001).
Buscando aislar la fracción que actúa sobre los espermatozoides, Nunes et al. (1994), promovió el fraccionamiento del agua de coco, aislando el ácido 3- Indol- Acético; sustancia con actividad hormonal estimuladora del crecimiento de vegetales, la cual demostró actividad sobre el metabolismo del espermatozoide, confiriendo un incremento de la motilidad y aumentando la tasa de fertilidad, además de permitir su conservación durante periodos más largos (Nunes y Pérez, 2001).

HIPÓTESIS


El agua de coco en polvo utilizada como dilutor del semen de carnero produce porcentajes de gestación similares al semen diluido con el protocolo one step.

LIMITE DE ESPACIO


El presente trabajo se desarrollará en la estación de Santa Maria Casandeje Mpio. de Atlacomulco, ubicada en la zona noroeste del Estado de México.

La cabecera municipal se sitúa a 19° 43` 37” (mínima) y 19° 43`67” (máxima) de latitud norte y 99° 42` 12” (mínima) y 99° 52`48”  (máxima) de longitud oeste  del meridiano de Greenwich; el relieve del municipio varia en sus altitudes sobre el nivel del mar.

Limita al norte, con los municipios de Acambay y Temascalcingo; al noreste, con el municipio de San Andrés Timilpan; al este, con los municipios de San Bartolo Morelos y San Andrés Timilpan; al sur y oeste, con el municipio de Jocotitlán; y al noroeste, con los municipios de Temascalcingo y El Oro. La distancia aproximada hacia la capital del estado es de  63 kilómetros.

El municipio cuenta con una extensión territorial de 258.74 km.2, que representa el 1.19% con relación al total del territorio estatal.



LIMITE DE TIEMPO


El trabajo experimental dará inicio en octubre de 2005 y finalizará en octubre de 2006.

MATERIAL Y MÉTODO


Época reproductiva. Se utilizarán 50 borregas (multíparas). Con un peso promedio 45 Kg., de las cuales 25 formarán un grupo control y 25 formarán un grupo experimental, durante el periodo comprendido del 01 al 15 de octubre se les dará una dieta a base de rastrojo de maíz, maíz molido, soya, heno de alfalfa y minerales. Las ovejas serán monitoreadas para que tengan una condición corporal de 3 (escala de 1 a 5).

Lote control (arete naranja):
El día 15 de octubre por la mañana se les pondrá una esponja de acetato de flurogestona de 40 mg impregnada de furacineMR vía intravaginal, la cual permanecerá hasta el 29 de octubre, siendo retirada a las 7 de la mañana y se aplicarán 400 ui de folligonMR a cada oveja por vía intramuscular, dejando pasar 52 hrs para ser inseminadas artificialmente. Un día antes de la inseminación se rasurarán cinco centímetros por debajo de la ubre y permanecerán en ayuno 24 hrs previas al día de la inseminación artificial con semen diluido con el protocolo one step.

Lote control (arete blanco):
El día 15 de octubre por la mañana se les pondrá una esponja de acetato de flurogestona de 40 mg impregnada de furacineMR vía intravaginal, la cual permanecerá hasta el 29 de octubre, siendo retirada a las 7 de la mañana y aplicará 400 ui de folligonMR a cada oveja por vía intramuscular, dejando pasar 52 hrs para ser inseminadas artificialmente. Un día antes de la inseminación se rasurarán cinco centímetros por debajo de la ubre y permanecerán en ayuno 24 hrs previas al día de la inseminación artificial con semen diluido en agua de coco en polvo.
El día 31 de octubre se practicará el diagnóstico de gestación por medio de ultrasonografia. Los resultados del presente estudio serán evaluados a través de la prueba de Xi² cuadrada.

La técnica de inseminación para ambos grupos consistirá en lo siguiente:
Se colocarán las borregas en una camilla y serán sujetadas de las cuatro extremidades; se aplicarán 3ml de lidocaina por ambos costados con previa desinfección de la parte rasurada con una mezcla de yodo al 10% y alcohol isopropilico al 2% y 88% de agua, roseando la parte del abdomen donde se introducirán los trocares, secando con algodones. Después se procederá a insuflar el abdomen y una vez distendido se sacará la aguja y con un trocar se perforará y se introducirá el telescopio del laparoscopio y del otro lado se introducirá otro trocar por donde se hará pasar la pistola de inseminación; se colocará la pajilla de semen y será depositada en uno o ambos cuernos; después se le aplicará cicatrizante en ambas perforaciones, procediendo al marcaje de la oveja para identificar que ya fue inseminada.

LITERATURA REVISADA


  1. Bearden, J. H. y Fuquay, W. J. (1992). Aplied animal reproduction. 3ª ed., Mississippi State University, E. U. A., pp.167-184.




  1. Bearden, J. H. y Fuquay, W. J. (1982). Reproducción Animal Aplicada. Manual moderno. Universidad del Estado de Mississippi, pp. 135-171.




  1. Bonadona, T. C. (1974). Reproducción animal e inseminación artificial. Tomo II. Hemisferio sur S. A. Argentina, pp. 341-349.




  1. Daza, A. A. (1997). Reproducción y sistemas de explotación del ganado ovino. Mundi-prensa. Madrid, pp. 137-155.




  1. Del Campo, D. A. (1993). Anatomía, Fisiología de la reproducción e Inseminación artificial en ovinos. Hemisferio sur. Uruguay, pp. 125-138.




  1. Del Campo, D. A. (1990). Manual práctico de reproducción e inseminación artificial en ovinos. Hemisferio sur. Montevideo, Uruguay, pp. 43-85.




  1. De Lucas T. J. y Arbiza. A. S. (2004). Sistemas de apareamiento e inseminación artificial en ovinos. 1ª ed., UNAM, México, pp. 41-75.




  1. Evans, G. y Maxwell, W. M. C. (1990). Inseminación artificial en ovejas y cabras. Editorial Acribia. Zaragoza, España, pp. 109-123.




  1. Galina, H. C. (1991). Reproducción de animales domésticos. Limusa. México, pp. 182-189.




  1. Guzmán G. G. (2004). Factores que afectan la fertilidad en ovejas inseminadas. Tesis de Licenciatura., Universidad Autónoma del Estado de México, México, pp. 35-41.




  1. Hafez, E. S. E., (2000). Reproducción e inseminación artificial en animales. 7ª ed., McGraw Hill Interamericana. México pp. 397-422.




  1. Nunes, J. F. y Pérez, F. D. R. (2001). Biotécnicas de la Reproducción caprina y Ovina. Ed. Fortaleza. Brasil, pp. 18-43.




  1. Salomón, S. and Maxwell, W. M. C. (2000). Storage of ram semen. Anim. Reprod. Sci., 62: 77-111.

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