A Solución sulfocrómica: Para limpiar vidrios manchados




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títuloA Solución sulfocrómica: Para limpiar vidrios manchados
fecha de publicación31.10.2015
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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL LITORAL

FACULTAD DE Cs. VETERINARIAS

CÁTEDRA DE FISIOLOGÍA- AÑO 2009


TRABAJO COMPLEMENTARIO N° 1




MATERIAL DE LABORATORIO - SU LIMPIEZA.

MATERIAL DE LABORATORIO EN HEMATOLOGIA

EXTRACCION DE SANGRE

USO DE ANTICOAGULANTES
CONTENIDOS:
Hematología: definición. Importancia dentro de Fisiología y de Veterinaria.

Descripción de los materiales de laboratorio hematológico. Limpieza. Cuidados y premisas para considerar un material limpio.

Métodos y cuidados básicos para el manejo de animales para la extracción de una muestra de sangre. Técnica de extracción.

Instrumental: Tipos de agujas y jeringas. Elección del instrumental según especies, tamaño y lugar e extracción. Otros instrumentales.

Anticoagulantes: modo de acción. Importancia. Distintos tipos. Ventajas y desventajas de cada uno. Dosis.

MATERIALES:

Colección de agujas: tipos, conos, medidas, bisel; agujas de distintos tipos y medidas, buterfly. jeringas descartables, de vidrio y de metal. Material de hematología general: microhematocrito, hematocrito de Wintrobe, pipetas hematológicas, cámara de Newbawer, Portaobjetos, etc.

Anticoagulantes: E.D.T.A, Citratos, A.C.D, Oxalatos, Heparina.

Maneas de sujeción, lazo, mocheta, mordaza, banda de Esmarch, etc.

Desinfectantes, antisépticos, tijeras, algodón.
FUNDAMENTO:

La importancia del tema radica en la necesidad del estudiante y del futuro profesional veterinario, de adquirir una destreza apropiada para la extracción de una adecuada muestra de sangre. El laboratorio hematológico brinda a los estudiantes y profesionales una variedad de parámetros para la valoración del estado de salud animal.
LIMPIEZA DEL MATERIAL DE VIDRIO
1) Condiciones del material destinado a hematología:

- LIMPIO: debido a que un material sucio invalida la muestra obtenida.

- DESENGRASADO: debido a que no es posible trabajar con sangre o suero en un material engrasado ya que no solo se alteran sus características físicas sino también los resultados de las técnicas empleadas. Por ejemplo en un frotis sanguíneo sobre un portaobjetos engrasado quedarán manchas redondas sin sangre.

- SECO: debido a que el agua hemolisa las muestras.

2) Soluciones utilizadas:

a) Solución sulfocrómica: Para limpiar vidrios manchados.

Bicromato de potasio 20 gr

Acido sulfúrico 20 gr

Agua 160 ml
b) Solución de Hipoclorito de sodio: Para limpiar materiales sucios con sangre.

Hipoclorito de sodio 1 parte

Agua 10 partes
3) Secado: en estufa (50 a 60 C), garantiza un buen secado y sin pelusas o polvo. También se puede usar un paño seco y limpio que no deje pelusas.

Pipetas de dilución para recuento globular

Inmediatamente después de su uso, cumplir con los siguientes pasos:

  1. Lavar con agua.

  2. Lavar con solución de hipoclorito de sodio.

  3. Lavar con alcohol 96.

  4. Lavar con agua destilada.

  5. Secar.

Si están muy sucias, dejarlas con solución sulfocrómica en su interior y se lavan al día siguiente. La pipeta está seca, si al agitarla, la perlita contenida en el bulbo se mueve con facilidad.

No se puede trabajar con una pipeta mojada por 2 razones, el agua hemolisa la muestra y altera la dilución que queremos lograr.
Tubos de WINTROBE (hematocrito)
Introducir hasta el fondo la pipeta o aguja utilizada para su llenado y enjuagar repetidamente con agua, para arrastrar su contenido.
Portaobjetos


  1. Lavar con agua y detergente.

  2. Enjuagar con abundante agua.

  3. Secar con paño que no deje pelusa.

  4. Frotar con algodón embebido con alcohol, xilol o acetona.

Para mantenerlos desengrasados, colocarlos en frasco con alcohol tapado. En el momento de su uso, secarlos en estufa o con paño limpio y seco.

INTRODUCCION A LA HEMATOLOGIA
GENERALIDADES:
El estudio morfológico de la sangre debería realizarse rutinariamente en todo animal enfermo, dado que cualquier patología afecta directa o indirectamente los componentes celulares de éste tejido. Por su aplicación en el diagnóstico, pronóstico y tratamiento, constituye una herramienta básica para el clínico.

El hemograma como tal en contados casos tiene valor diagnóstico por lo que su interpretación debe realizarse considerando la anamnesis y examen clínico del paciente.

Con el objeto de realizar una correcta interpretación de los resultados, el veterinario debe disponer de datos exactos. Para obtenerlos se requiere:

1.Tomar correctamente la muestra de sangre.

2. Adecuada presentación de la misma.

3. Selección de un método de análisis que provea resultados confiables.

Previa capacitación en centros especializados, el veterinario puede asumir la responsabilidad en los procedimientos de laboratorio, con un adecuado programa de control de calidad, dentro del Hospital de Medicina Veterinaria.

Cuando las muestras de sangre son enviadas a un laboratorio comercial, el profesional debe tener presente y conocer que la metodología empleada puede afectar los resultados.

Existen tres opciones para obtener los servicios del laboratorio para los test hematológicos:

  1. Realizar el trabajo dentro del laboratorio de un Hospital de Medicina Veterinaria.

  2. Enviar las muestras de sangre a un Hospital de humanos o laboratorio comercial.

  3. Enviar las muestras de sangre a un laboratorio comercial de Veterinaria.

Esto depende de varios factores a saber:

- Ubicación geográfica del área de trabajo del médico veterinario.

- Disponibilidad de un servicio de transporte eficiente para el envío de la muestra y la pronta recepción de los resultados.

- Factibilidad de contar en todos los casos con personal idóneo en el manejo, procesamiento y conocimiento de las patologías de los animales para así poder disponer de un servicio satisfactorio.

Es por ello que el profesional veterinario debe contar con una adecuada formación en las maniobras necesarias para una correcta toma de muestra sanguínea y remisión de la misma, como así conocer los métodos empleados en el procesamiento del material, a fin de realizar una correcta interpretación de los resultados obtenidos.

Esta introducción tiene por objeto considerar los procedimientos generales de toma de sangre para un estudio hematológico (haciendo énfasis en las distintas especies domésticas). Luego se describen con detalle algunas técnicas.
CONSIDERACIONES GENERALES PARA UNA CORRECTA TOMA DE MUESTRA
Los métodos de examen (de una muestra de sangre) pueden ser de tres tipos:

  1. Hematológicos: La mayoría de éstos exámenes se llevan a cabo en muestras sin coagular, por lo que se debe usar el anticoagulante apropiado.

  2. Bioquímicos: Estos exámenes exigen variedad de métodos de tratamiento para sangre, dependiendo del carácter del test requerido.

  3. Serológicos: Estos test se efectúan generalmente en suero, requiriéndose en este caso muestras de sangre coaguladas.

En ésta guía nos referimos a los exámenes hematológicos



Cuando se recoge una muestra de sangre de un animal es muy importante evitar que éste se excite, de otro modo, pueden producirse (con gran rapidez) cambios importantes en la composición de la misma, aún en animales sanos, es por ello, que a veces la mera presencia de personas extrañas, ruidos desconocidos o la simple maniobra de tirar la soga de sujeción para su control, pueden causar una marcada alteración en el contaje de eritrocitos, llevando a un incremento del mismo hasta un 20% en 2 minutos y a una variación en el leucograma conforme a una pseudoneutrofilia.

Pueden ser utilizados tranquilizantes en sujetos cuya conducta hacen difícil la toma de muestra, pero hay que tener en cuenta que también pueden tener efecto sobre los constituyentes sanguíneos como por ejemplo, la hemodilución provocada por la acetilpromacina y la consecuente pseudoneutropenia observada. Por ello, cuando se usa un tranquilizante para la obtención de una muestra sanguínea, la dosis y el tiempo de duración de su efecto, deben ser tenidos en cuenta al interpretar un resultado hematológico.

En caso de tener que enviar la muestra a un laboratorio distante es recomendable además de preservar la temperatura, que la muestra se aísle de los choques o movimientos bruscos para evitar la lisis globular o ruptura del recipiente.

Debe tenerse presente que el responsable de tales daños y/o los que pudieran traer como consecuencia de un mal acondicionamiento de la muestra es siempre el remitente. Por esta razón las muestras de sangre son empaquetadas en un material que absorba los posibles golpes y sea aislante térmico, como por ejemplo la espuma de polietileno. El extendido de sangre puede enviarse perfectamente identificado entre dos cartones ad hoc o material resistente a las quebraduras o torceduras. No debe ser refrigerado debido a que la condensación de gotas húmedas sobre el mismo, provocaría la lisis de los glóbulos rojos y su consiguiente deterioro.

Un sistema ideal para emplear en la extracción de sangre en grandes animales es el uso de un tubo de vidrio graduado con tapón de goma, el cual se le produjo el vacío para permitir automáticamente la muestra. Comercialmente se proveen limpios y estériles y su uso es apropiado en las condiciones a campo y/o con clima lluvioso. Debe usarse con precaución en la especie equina, pues si el vacío es muy intenso, puede traer aparejada la hemólisis de la muestra.

OBTENCION DE LA MUESTRA DE SANGRE
REQUISITOS:


  1. Material seco.

  2. Agujas de calibre apropiado, bisel afilado.

  3. Buena sujeción del animal.

  4. Buena técnica de extracción.

  5. Manejo suave de la muestra.

  6. Elección correcta del anticoagulante.

  7. Buena mezcla del anticoagulante con la muestra.


TECNICA DE EXTRACCION DE SANGRE
1. Antes de punzar una vena superficial, es de gran ayuda confirmar su localización y su funcionalidad mediante la aplicación de una presión digital por unos momentos hasta que se detecte la distensión. Esto señala la posición de la vena.

2. Se prepara la piel previa tricotomía y/o rasurado del pelo y se limpia el área con cualquier antiséptico utilizado en cirugía. Este debe dejarse evaporar, antes de introducir la aguja dentro de la vena.

3. Generalmente es necesario ingurgitar la vena mediante la aplicación de presión con los dedos o un torniquete solo ligeramente apretado y que el éxtasis venoso local no se mantenga por un período superior a 2 minutos antes de tomar la muestra para no producir alteraciones en las proporciones celulares de la sangre.

4. Se inmoviliza la vena estirando la piel sobre la misma.

5. Se introduce la aguja con un ángulo de 30; ésta debe tener un buen filo para minimizar traumatismos y para facilitar la operación (o la introducción) y además evitar la contaminación con fluidos tisulares que por su gran contenido en tromboplastina pueden resultar en una agregación plaquetaria o en una coagulación parcial o total de la muestra, lo que nos invalida su posterior utilización.

6. Con una ligera tracción del émbolo de la jeringa determinará si estamos en vena.

7. En caso afirmativo la sangre debe fluir libremente hacia la jeringa, se debe evitar la succión violenta que puede provocar el colapso de la vena por el vacío que produce.

8. Luego se extrae la aguja, interrumpiendo la presión que se ejercía en la vena.

9. Se comprime por algunos minutos la piel sobre el punto de punción con un algodón embebido en antiséptico.

10. Para transferir el contenido de la jeringa a un recipiente con anticoagulante apropiado se debe separar la aguja y descargar la sangre haciéndola deslizar suavemente por las paredes del tubo que deberá ser tapado inmediatamente.

11. Luego se procede a hacerlo rotar suavemente entre índice y pulgar, inclinando levemente el tubo en forma alternativa, hacia arriba y abajo permitiendo así la correcta homogeneización de la sangre con el anticoagulante.

Es aceptable un volumen de sangre de 5 ml. para un adecuado estudio hematológico de rutina; en especies menores (canino, felino) este volumen puede reducirse a 2 ml.

Una vez obtenida la muestra es conveniente procesarla inmediatamente. En caso contrario se debe colocar en un refrigerador a 4C y desecharse después de haber transcurrido más de 24 hs.

Si sólo se requieren unas gotas de sangre, éstas se obtienen rasurando un área de la superficie externa de la oreja, cerca del borde y luego de realizar la antisepsia de la zona, se punza la vena con una aguja o un instrumento puntiagudo adecuado. También se puede obtener pequeñas cantidades por punción de los pulpejos digitales (en pequeñas especies). En grandes animales (cerdo, bovino) por un corte en la punta de la cola o una pequeña incisión en la mucosa de los labios.

Las agujas y jeringas utilizadas deben ser perfectamente secas, de lo contrario puede producir hemólisis. La hemólisis dentro de una aguja está directamente relacionada con diámetro dentro del conducto y la velocidad de flujo.

TECNICA DE EXTRACCION DE SANGRE EN PEQUEÑO ANIMALES
YUGULAR

El animal debe estar colocado sobre la mesa en decúbito esternal. Con una mano, la persona que lo inmoviliza le extenderá el cuello hacia arriba, agarrando el hocico y extendiendo la cabeza. Con la otra mano le sujetará las extremidades delanteras, asiéndole por los carpos. Con los perros a veces es más sencillo dejar que tomen una postura como de sentados. Hay que distender la vena aplicando presión en el lateral de la zona traqueal con el pulgar de la mano libre e insertar la aguja con el bisel hacia arriba en un ángulo como de 30 grados.  La punción de la vena se puede hacer mediante dos métodos: el directo (se punciona directamente sobre la vena) y el indirecto (se punciona la zona cercana al vaso y luego dirigimos la aguja hacia el trayecto venoso). Observaremos si retorna sangre hacia la aguja, lo cual nos indica que hemos entrado en la vena. Se extrae la muestra de sangre, se retiran la aguja y la jeringa y se aplica presión sobre el sitio de la punción durante unos 60 segundos para evitar la hemorragia y que no se forme hematoma.
CEFALICA

Hay que colocar al animal en la mesa en posición de decúbito esternal. Una persona sujetará con una mano la cabeza agarrando el hocico y alejándolo del miembro que se va a utilizar. Con la otra mano tomará y estabiliza el codo desde el lado, comprimiendo la vena dorsalmente para visualizarla mejor. La compresión en la extremidad puede realizarse también con un torniquete. El éxtasis venoso local no debe mantenerse por un período superior a 2 minutos antes de tomar la muestra para no producir alteraciones en las proporciones celulares de la sangre. Para realizar la extracción de sangre la persona que la realiza estabilizará la pata y piel sobre la vena con la mano libre (la que no sujeta la jeringa). Retirar el embolo de la jeringa medio centrimetro hacia atrás antes de introducir la aguja. Se insertará la aguja acoplada a la jeringa (en algunas ocasiones puede recolectarse sangre por  goteo) introduciendo la aguja como mínimo 1 cm (0,5 cm en perros pequeños y gatos). Y con un ángulo de 30°. En caso de estar en vena la sangre debe fluir libremente al traccionar con el embolo. La succión no debe ser violenta ya que provocaría el colapso de la vena por el vacío creado. Después de retirar la aguja, interrumpiendo la presión que se ejercía en la vena, se aplicará una gasa o una torunda de algodón sobre el sitio de la punción para evitar la hemorragia y que aparezca un hematoma.

SAFENA

El animal se debe colocar en decúbito lateral con los miembros hacia la persona que sacará la sangre y con el lomo hacia el ayudante. Se deben sujetar los miembros anteriores, la cabeza y el miembro posterior que no va a ser usado para sacar sangre (el que está pegado a la mesa). Se sujetan los miembros anteriores y la cabeza tomando los carpos y estirándolos hacia delante mientras se estabiliza el cuello del paciente con el antebrazo de la misma mano. El ayudante sujetará el miembro posterior superior a nivel de la rodilla para estabilizar la pata y distender la vena para la inyección. La persona que realice la extracción sostendrá el miembro desde el tarso e insertará la aguja en la vena y extraerá la sangre.
TECNICA DE EXTRACCIÓN DE SANGRE EN BOVINOS, OVINOS, EQUINOS, CERDOS Y AVES.
BOVINOS: se puede extraer sangre de las venas yugular, mamaria (abdominal subcutánea) y caudales y de las arterias carótida, caudal y braquiales. La vena yugular puede ser ingurgitada presionando con los dedos el canal yugular. El vaso prominente se observa bien en la mayoría de las vacas y se palpa fácilmente en los animales obesos. Tiene aproximadamente 2 cm de diámetro. Se introduce en la vena una aguja larga calibre 14 y de 5 cm de longitud, o calibre 16 y 10 cm de longitud en un ángulo de 45° respecto a la piel paralelo al vaso. Puede ocurrir que la aguja atraviese la vena y que la punta quede fuera del vaso, entonces retirando la aguja lentamente se llevará la punta dentro de la luz del vaso. Extraída la sangre, se quita la presión sobre la vena y se aplica presión manual, sin hacer fricción sobre el sitio de punción antes de sacar la aguja por 30 a 60 segundos después para evitar hemorragias y hematomas. La vena mamaria se punza en forma semejante. La vena caudal se encuentra muy cerca de la arteria, para realizar la punción se alza la cola y se clava una aguja pequeña calibre 20 ó 22 de 25mm y a 15 cm de la base de la cola verticalmente en la línea media hasta que penetre en el vaso. Se debe identificar la sangre como venosa o arterial; esta última es más roja y emerge con mayor presión.

OVEJAS: la vena yugular es la más usada pero la vena y arterias femorales son también fáciles de punzar. Se hace una partición en la lana, a veces previamente cortada, para exponer un área de piel limpia. Realizar la asepsia correspondiente. La vena yugular se encuentra con frecuencia debajo de la piel pero puede estar incluida en el tejido adiposo. La piel es blanda y la aguja (calibre 18-22 de 25 mm) entra con facilidad, por lo que debemos evitar atravesar el vaso.
CABALLO: se aborda la vena yugular. Con el pulgar izquierdo en el surco yugular a la mitad de su trayecto en el cuello, se comprime y sujeta la vena. Se clava la aguja (calibre 18-20 de 38 mm de longitud) en ángulo aproximado de 15° con la piel 1 cm arriba del pulgar que está sujetando el vaso, se introduce 1 ó 2 cm bajo la piel, se aumenta el ángulo a 45° y se empuja para que entre en la vena. La punción debe hacerse en un solo movimiento suave y continuo. Esto ayuda a disminuir el sangrado al retirar la aguja. De la carótida puede obtenerse sangre arterial, este procedimiento requiere práctica y no debe ser intentado en un animal valioso por una persona inexperta. Es más fácil obtener sangre de la gran arteria metatarsiana, situada en una canaladura sobre la cara antero-externa del corvejón, entre el tercero y cuarto huesos metatarsianos. Se inyecta en la piel un poco de anestésico local, después de unos minutos, se pincha la arteria con una aguja de calibre 20 y 25 mm, mantenida en ángulo recto con el vaso, firmemente encajado en el surco óseo.
CERDO: se usan las venas de las orejas y cola y la vena cava anterior. Además, podemos citar la vena safena, y en casos normalmente experimentales, la vena porta o la punción cardiaca directa. De la oreja se toma sangre por una incisión pequeña de la vena con bisturí o por punción con una aguja. Para la vena yugular externa nos situamos lateralmente al animal, buscamos la zona ventral del cuello e introducimos la aguja en el surco yugular del cuello en dirección caudo-medio-dorsal por delante de la articulación del encuentro. Usar agujas de 25 mm de longitud para animales pequeños (hasta 50 kgs) y agujas de 38 – 40 mm para animales mayores de diferentes edades. Los cerdos se inmovilizan mediante cepo aunque también se usa el lazo cuando los animales aún no son excesivamente pesados. El cerdo posee un seno venoso que se aloja en el suelo de la órbita. Para la punción del seno venoso, introducir al animal en la jaula, fijar el cuello mediante dos barras que se aprietan a voluntad situadas en el extremo del cepo, e introducir la aguja de 38 – 40 mm por el ángulo medial del ojo, por detrás o a través de la membrana nictitante, y dirigiéndola ventro-medio-caudal. El seno venoso oftálmico del cerdo está a 2 – 4 cm de profundidad. La misma lágrima asegura que el campo de abordaje esté extremadamente limpio.
AVES: igualmente que para las otras especies la sujeción o inmovilización es de gran importancia para el éxito del procedimiento. Existen varios sitios de punción que serán elegidos de acuerdo a la experiencia del operador. La vena radial (alar), es el sitio de punción mas comúnmente elegido por su facilidad; se elige una de las dos alas, se levanta, se sujeta el ala libre junto con las patas del animal, seguidamente quien realiza la punción inmoviliza con los dedos pulgar e índice la vena alar, previo a esto se debe desplumar el recorrido de la vena con el fin de visualizarla mejor, con aguja número 21 se hace inserción sobre la vena en un ángulo de 15°, se debe tener cuidado de no extravasar ya que la pared de la vena es muy delgada y podría ocurrir con facilidad, observándose hematoma inmediatamente, si esto no sucede se procede a extraer la muestra, aproximadamente de 1 a 2 mL de sangre en aves de mayor tamaño, y en aves mas pequeñas 0,5 mL ya que una cantidad mayor puede producir anemias en esta especie. Otros sitios de punción menos utilizados son la vena atlantooccipital ubicada entre el atlas y la región occipital, la inserción de la aguja debe hacerse perpendicular al sitio antes mencionado. La punción intracardíaca debe realizarse con mucho cuidado ya que un error en ella, al puncionar las aurículas puede causar la muerta inmediata del animal.

LUGAR DE EXTRACCION EN LAS DISTINTAS ESPECIES.

RECORDATORIO DE LA ANATOMIA TOPOGRAFICA
VENA CEFALICA: Pertenece al sistema venoso cutáneo por lo que se encuentra situada superficialmente debajo de la piel, sin acompañamiento arterial. Asciende por la cara anterior del antebrazo, pasa por fuera de la cara flexora del codo hasta la entrada del tórax, abocando en la vena yugular.
VENA SAFENA: En el extremo distal del surco muscular medio del muslo (entre el músculo biceps femoral y el músculo semitendinoso) se puede apreciar a través de la piel, la vena safena que continúa hacia distal y craneal y cruza el tendón calcáneo común siendo claramente visible a este nivel. Luego se divide en dos ramas, la craneal y la caudal que rodean al maléolo lateral.
VENA YUGULAR: Se origina a la altura de la segunda vértebra cervical por la confluencia de la vena linguofacial y la vena maxilar. Corre por el surco yugular (ubicado entre el músculo esternomandibular y el músculo braquiocefálico) en dirección al tórax.
VENA FEMORAL: Se encuentra en la región proximal, cara interna del muslo a nivel del borde anterior del pubis acompañando a la arteria femoral. Corre por el canal femoral, detrás del músculo sartorio continuándose hacia proximal con el nombre de vena externa.
VENA CAUDAL O COCCIGEA MEDIA: acompaña a la arteria del mismo nombre. Pasa por los arcos hemales de las vértebras coccígeas.
VENA MAMARIA CRANEAL, VENA DE LA LECHE O VENA ADOMINAL SUBCUTANEA: es muy voluminosa en las hembras en lactación. Es generalmente flexuosa y emerge en el borde anterior de la mama a unos 5 a 8 cm de la línea alba. Se dirige hacia craneal y lateral hundiéndose debajo del tejido cutáneo y abocando en la vena torácica interna.
VENA CAVA CRANEAL: está ubicada en la porción ventral del orificio de entrada del tórax, formada por la confluencia de las dos venas yugulares y las dos venas subclavias. Se dirige hacia caudal por el mediastino anterior, por la línea media y luego se desvía hacia la derecha abriéndose en el interior del atrio derecho, a nivel de la cuarta costilla.

LUGAR DE EXTRACCIÓN EN LAS DISTINTAS ESPECIES
ANIMALES PEQUEÑOS

ESPECIE

VENA

AGUJA

CANINO

cefálica, safena, yugular

25/5, 30/7, 30/8

FELINO

yugular

30/8

RATA

corazón, seno orbital

30/8, microhematocrito

RATON

seno orbital

microhematocrito



ANIMALES GRANDES

ESPECIE

VENA

AGUJA

BOVINO

yugular, mamaria, coccígea

50/12, 40/8, 15/12

EQUINO

yugular

40/12

PORCINO

cava anterior, seno orbital

120/12, 30/8

OVINO

yugular, safena, cefálica

40/10



ANTICOAGULANTES

1  E.D.T.A.

* Inhibe el ion calcio.

* Es el más usado por sus ventajas:

  No modifica el tamaño de los glóbulos rojos.

  No altera la tinción de los leucocitos.

  Se usa a baja concentración.

* Solución acuosa al 10%

* Dosis: 0,05 ml. a 0,1 ml. cada 5 ml de sangre.

* Preparados comerciales con gotero: 2 4 gotas de E.D.T.A. al 10 % por cada 5 ml. de sangre.

2  CITRATO DE SODIO

* Inhibe el ion calcio.

* Dosis: en solución al 3,8% 1 ml. cada 10 ml. de sangre.

3  SOLUCIÓN A.C.D.

* Especialmente usado para transfusión sanguínea.

* Dosis: 15 ml. cada 100 ml. de sangre.

4  HEPARINA

* Inhibe la conversión de protrombina en trombina.

* Humedecer las paredes de jeringas y agujas.

5  OXALATOS

* Inhibe el ion calcio.

* Dosis: 1 ml. cada 10 ml. de sangre.


ANTICUAGULANTE

MECANISMO DE ACCIÓN

VENTAJAS

E.D.T.A

INHIBE EL IÓN Ca+2

No altera la morfología celular, ideal para hematología

Citrato de sodio

INHIBE EL IÓN Ca+2


Se utilizan para estudio de coagulación sanguínea

Oxalatos

INHIBE EL IÓN Ca+2

Heparina

INHIBE LA CONVERSIÓN DE PROTROMBINA EN TROMBINA

Útil en química clínica y determinación de gases en sangre

Solución ACD (contiene ácido cítrico, citrato de sodio y dextrosa (glucosa)

Solución APD

INHIBE EL IÓN Ca+2

Permite la conservación de la sangre total o de los hematíes durante 21 días a +4ºC +/- 2ºC.



BIBLIOGRAFIA
Dukes, H.; Swenson, M. Fisiología de los animales domésticos. 4ta edición. Ed. Aguilar. Madrid. 1977.

Guyton, A. Tratado de Fisiología Médica. 8va edición. Ed. Interameriana. Madrid. 1991.

Harper, H. Manual de química Fisiológica. 7a edición. Ed. El Manual Moderno. México. 1980.

Kolb, E. Fisiología Veterinaria. 2da edición. Ed. Acribia, Zaragoza. 1976.

Schalm, O. Hematología Veterinaria. Ed. Hemisferio Sur. 1981.

Material ofrecido por la cátedra.

William J. Reagan, Teresa G. Sanders, Denis B. DeNicola (Eds.), "Atlas de Especies Domésticas Comunes", Editorial Harcourt.

Willard, Md; Tvedten, H. Diagnóstico clínico patológico práctico en los pequeños animales, Intermédica, 2004. 

Rebar, A.H. Interpretación del hemograma canino y felino. Nestlé Purina PetCare Company 2003






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