Resumen la presencia de material lignocelulósico y coloración ligada a éste, en aguas residuales de la industria papelera es un problema ambiental y sanitario,




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títuloResumen la presencia de material lignocelulósico y coloración ligada a éste, en aguas residuales de la industria papelera es un problema ambiental y sanitario,
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fecha de publicación23.08.2016
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Determinación de la DQO. En la figura 3 se observa la tendencia de la DQO del control y de las repeticiones durante el transcurso del ensayo final, en esta se muestra un descenso de la DQO a los 21 días para todas las repeticiones.
Esta tendencia puede atribuírsele (en parte) a la previa oxidación de sustratos no fenólicos llevada a cabo por las enzimas ligninolíticas MnP y VP, debido a que estos sustratos contienen grupos funcionales oxidables por el dicromato tales como: aldehídos, alcoholes, tioles, aminas, y alquenos (principalmente en Ácidos Grasos Insaturados, AGI) (Hofrichter, 2002). En estos sustratos la oxidación por Mn (III) involucra la formación de radicales reactivos en presencia de un segundo mediador. Entre estos mediadores, los compuestos orgánicos de azufre, tales como los grupos SH (contenidos en péptidos y liberados durante la lisis parcial de las células pueden servir como fuente de mediadores tiol), han mostrado promover la oxidación de AV y dímeros modelo no fenólicos de lignina (β-O-4) en la posición bencílica, lo que da lugar a la escisión aril-éter de los dímeros (figura 4). Un segundo sistema propuesto es el de la mediación de ácidos grasos insaturados y sus derivados (lípidos), éste actúa de una manera similar al anterior mediante la generación de intermediarios reactivos (radicales peróxilo) de estructuras de ácidos grasos insaturados (peroxidación lipídica). Como resultado, el sistema de MnP-lípido es lo suficientemente fuerte como para degradar Cα-Cβ y β-aril-éter (Hofrichter, 2002). Por su parte las lacasas oxidan compuestos no fenólicos de la lignina que contengan hidroxilos alifáticos ubicados en cadenas laterales (figura 5) u oxidación del Cα (figura 2, estructura 9), también puede darse la oxidación de estos mismos mediante la adición de mediadores tales como: ABTS, HBT y NHA (Lange et al. 2013; Wong, 2009).

Figura 3. Tendencia de la DQO en el transcurso del bioensayo final para el control y las repeticiones.
Entre otras la tendencia muestra que para el día 3 hay un aumento no significativo de la DQO, correspondiente con la posible oxidación por parte del dicromato de nuevos grupos funcionales expuestos en el sustrato, debido al metabolismo de sustancias de alimento tales como: celulosa, xilános, hemicelulosa, glucosa, tartrato de amonio, etc., o al proceso de deslignificación que expone principalmente: aldehídos y alcoholes. También se observa una etapa constante entre los días 12 y 18, sugiriendo un equilibrio entre la aparición y desaparición de grupos funcionales oxidables causada por la deslignificación y la peroxidación por las enzimas ligninolíticas, respectivamente.
En este estudio se confirma el descenso de este parámetro observado por Wu et al. 2005, en el cual se utilizó licor negro al 20% proveniente de maderas duras y en el que se obtuvo una eficiencia de remoción de la DQO del 48% por parte del hongo ligninolítico P. ostreatus. Otros estudios como son los de Belém et al. 2008; y Pedroza et al. 2006, obtuvieron porcentajes de remoción de la DQO del 67% y 80% respectivamente, utilizando el mismo hongo y aguas residuales de industria papelera. La cinética de la DQO observada en este estudio exhibió en promedio una disminución de la DQO del 89,9% con respecto al control (figura 10), y del 80,0% con respecto al licor negro diluido al 2%.


Fuente: Hofrichter, 2002
Figura 4. Esquema propuesto por Hofrichter para la oxidación de dímeros modelo de lignina no fenólicos estructura no fenólica β-O-4 (R1 = H o OCH3, R2 = H o CH2OH) (1) con MnP en presencia de cualquiera: glutatión reducido (GSH) o ácidos grasos insaturados (UFA); correspondiente radical bencílo de 1 (2); radical peroxilo formado después de la adición de O2 (3); forma ceto de 1 (4), productos de escisión: radical fenoxilo (5) derivado 1-(4-etoxi-3-metoxi)-1-hidroxi-3-hidroxi-propano (6); forma ceto de 6 (7).


3

2

1


Fuente: Lange et al. 2013.
Figura 5. Oxidación de cadenas laterales de sustratos no fenólicos por la lacasa; 3,3-dimetoxi-2,2’,5,5’-tetrametil-1,1’-bifenil (1); (5,5’-dimetoxi-6,6’-dimetil-[1,1’-bifenil]-3,3’-diil)dimetanol (2); 5,5’-dimetoxi-6,6’-dimetil-[1,1’-bifenil]-3,3’-dicarbaldehído (3)
Determinación DBO5. La figura 6 muestra la tendencia de la DBO5 del blanco del agua de dilución, el control glucosa-ácido glutámico, el control del bioensayo y las repeticiones los mismos durante el transcurso del bioensayo.


Figura 6. Tendencia de la DBO5 en el transcurso del ensayo final para el control y las repeticiones.
El comportamiento exhibido de la DBO5 durante el transcurso de los 21 días, mostrada en la figura 6, es causado en su orden por: el aprovechamiento de los nutrientes adicionados al medio y por la acción conjunta de enzimas ligninolíticas, celulasas, xilanasas, entre otras de P ostreatus (Sánchez, 2009). El hongo en primera instancia hace uso de los nutrientes adicionados al medio (Wu et al. 2005; Martínez, M., et al. 2005), de fracciones libres de celulosa y hemicelulosa, ácidos grasos, derivados de ácido benzoico entre otros (Chandra et al. 2011) en el licor negro, estos mismos nutrientes, parte de las fracciones y los demás son utilizados por la batería de bacterias del inóculo permitiendo en principio una alta tasa de oxidación de los mismos. Conforme avanza el tiempo, la concentración de nutrientes y fracciones libres disminuye, entonces el hongo hace uso de las enzimas mencionadas anteriormente comenzando por las ligninolíticas, las cuales exponen mediante degradación nutrientes que las celulasas aprovechan (hidrolizando enlaces β-1,4-glicosídicos de remanentes de celulosa enlazada con la lignina del licor negro), seguido de la acción de xilanasas que en conjunto con otras enzimas (esterasas) producen principalmente xilosa, manosa y oligosacáridos (a partir de hemicelulosa enlazada con la lignina) (Sánchez, 2009), los cuales también son aprovechados por las bacterias del inóculo. Éste último sobrevive en contra de varios factores como son: baja disponibilidad de nutrientes, acumulación de toxinas (fenoles entre otros Tuomela et al. 2000), y aumento de la población microbiana.

La disminución de la DBO5 en sustratos afines al utilizado en este estudio fue reportada por Sharari et al. 2013, quienes utilizaron aguas residuales de industria papelera (a partir de bagazo) y el hongo P. Chrysosporium inmovilizado en espuma de poliuretano, obteniendo un descenso de la DBO5 del 98,3%. Asimismo Olivieri et al. 2012, obtuvo disminución de este parámetro del 59,1%, utilizando P. ostreatus sobre un sustrato de aguas residuales de molienda de oliva. En este estudio la disminución de la DBO5 alcanzó una reducción del 74,4% con respecto al control (figura 10) y de 39,4% con respecto al licor negro al 2%, lo cual puede considerarse bueno para una cepa no adaptada.
Color APHA y NCASI. Las figuras 7 y 8 muestran el comportamiento del color del control y las repeticiones durante el transcurso del bioensayo para ambas pruebas.


Figura 7. Tendencia del color APHA durante el transcurso del bioensayo, del control y las repeticiones.
El comportamiento del color en ambas pruebas fue similar y al final del bioensayo mostraron una disminución del mismo. Asimismo tanto para la prueba de color APHA como para la de NCASI se presentan altibajos de las UPtCo. Este comportamiento puede explicarse si se tiene en cuenta que en principio, el material lignocelulósico contenido en el licor presenta gran variedad de estructuras orgánicas altamente conjugadas (taninos, estilbenos, lignanos, flavonoides, quinonas, etc.) enlazadas a cromóforos (carboxilatos, carbonilo, etilénico) y auxocromos (OH, NH2 y halógenos) bajo efectos crómicos (batocrómico e hipercrómico) sobre estas, que generan altos valores de absorción en el ultravioleta y que llegan incluso al rango del visible en el que se midieron ambas pruebas (455-465 nm) (Dyer, 2004). Luego por efecto de la despolimerización de estas estructuras (en parte producido por las enzimas ligninolíticas), el ocultamiento de cromóforos y auxocromos así como la aparición de efectos hipsocrómicos e hipocrómicos produce la disminución de la absorción (como se observa para el día 3 en ambas pruebas). Posteriormente una combinación de estos últimos eventos, más la exposición de nuevos cromóforos (figura 9) y auxocromos (figura 5, estructura 2), la formación de nuevos enlaces conjugados y un posible pardeamiento enzimático, producen la variación de las UPtCo en un sentido o en otro (aumento o disminución).


Figura 8. Tendencia del color NCASI durante el transcurso del bioensayo, del control y las repeticiones.

Figura 9. Formación de nuevos enlaces y cromóforos; (E)-4-(2-hidroxi-3-metoxi-5metilestiril)-2-metoxi-6-metifenol (1); (E)-2-metoxi-6-((Z)-2-(3-metoxi-5-metil-4-oxociclohexa-2,5-dien-1-ilideno) etilideno)-4-metilciclohexa-2,4-dienona (2)
La disminución en las unidades de color también ha sido reportada por Fountoulakis et al. 2002 en aguas residuales de molienda de olivo (diluida al 50% y esterilizada) utilizando P. ostreatus, alcanzando una reducción de hasta un 60,7% a 600 nm. Ragunathan y Swaminathan. 2004 también reportaron disminución de hasta un 66,7% utilizando varias cepas de Pleurotus en un tratamiento biológico (a escala de laboratorio) de efluentes papeleros. En Colombia Garzón. 2009, Fernández et al. 2009 y Moreno y Ospina. 2008 presentaron resultados sobre la disminución de la concentración de colorantes industriales, utilizando P. ostreatus.
La disminución del color APHA y NCASI observada en este estudio alcanzó respectivamente un 54,6% y 61,3% con respecto al control (figura 10), y de 53,9% y 58,4% con respecto al licor negro al 2%.
Porcentaje de disminución de los parámetros determinados. El cuadro 1 muestra el valor inicial de cada parámetro determinado en el licor negro al 2%, el valor final del licor suplementado y el porcentaje de reducción sobre el licor negro al 2%. Se advierte que el menor porcentaje fue el registrado para la DBO5, mientras que el mayor se presentó en la DQO. Los demás parámetros estuvieron cerca del 50% lo cual es muy significativo teniendo en cuenta que se utilizó una cepa con un aproximado de 6 meses de adaptación a este tipo de sustratos.
Cuadro 1. Valores inicial (antes del bioensayo) y final (después del bioensayo) de cada parámetro del licor negro al 2%.


Parámetro

Inicial*

Final**

Reducción (%)

Fenoles totales (mg/L)

53,8 ± 9,8

23,5 ± 6,4

56,3

DQO (mg O2/L)

2094,8 ± 206,7

419,0 ± 97,3

80,0

DBO5 (mg O2/L)

554,2 ± 50,4

333,3 ± 52,7

39,4

Color APHA (UPtCo)

4092 ± 151,4

1886,7 ± 121,8

53,9

Color NCASI (UPtCo)

3788 ± 140,2

1575,5 ± 102,8

58,4

*Valor promedio de las evaluaciones e incertidumbre absoluta.

** Valor promedio de las repeticiones del bioensayo e incertidumbre absoluta.
Correlación de los parámetros determinados y el tiempo del bioensayo. Para determinar el grado de relación de los parámetros y el tiempo del bioensayo se utilizó la correlación de Pearson la cual es un índice que mide la relación lineal entre dos variables aleatorias cuantitativas y es independiente de la escala de medida de las variables. El cuadro 2 muestra que existe correlación negativa y significativa (99,9%) entre el tiempo (día) y los parámetros DQO, DBO5 y fenoles, lo que implica que los valores de dos variables varían justamente al revés: los sitios con altos valores en una variable (en X), tienden a tener bajos valores en otra variable (en Y), y los que tienen bajos valores en X, tienden a tener altos valores en Y). Además se muestran varias correlaciones positivas y significativas (99,9%) tales como las que existen entre: DQO y fenoles, DQO y DBO5, fenoles y DBO5, Color APHA y color NCASI. Esto implica que los valores de las dos variables varían de forma similar: los sitios con altos valores en una variable (en X), tienden a tener altos valores en otra variable (en Y) y los que tienen bajos valores en X, tienden a tener bajos valores en Y. Los demás emparejamientos presentan correlaciones positivas y negativas pero no son significativas.

Cuadro 2. Correlación de Pearson entre los promedios de cada parámetro evaluado en este estudio y el tiempo.








Tiempo

DQO

Fenoles

DBO

APHA

NCASI

Tiempo

Correlación de Pearson

1

-0,930(**)

-0,902(**)

-0,927(**)

-0,473

-0,325

Sig. (bilateral)

.

0,001

0,002

0,001

0,237

0,432

N

8

8

8

8

8

8

DQO

Correlación de Pearson

-0,930(**)

1

0,879(**)

0,814(*)

0,341

0,275

Sig. (bilateral)

0,001

.

0,004

0,014

0,408

0,510

N

8

8

8

8

8

8

FENOLES

Correlación de Pearson

-0,902(**)

0,879(**)

1

0,935(**)

0,395

0,193

Sig. (bilateral)

0,002

0,004

.

0,001

0,333

0,647

N

8

8

8

8

8

8

DBO

Correlación de Pearson

-0,927(**)

0,814(*)

0,935(**)

1

0,569

0,355

Sig. (bilateral)

0,001

0,014

0,001

.

0,141

0,388

N

8

8

8

8

8

8

APHA

Correlación de Pearson

-0,473

0,341

0,395

0,569

1

0,929(**)

Sig. (bilateral)

0,237

0,408

0,333

0,141

.

0,001

N

8

8

8

8

8

8

NCASI

Correlación de Pearson

-0,325

0,275

0,193

0,355

0,929(**)

1

Sig. (bilateral)

0,432

0,510

0,647

0,388

0,001

.

N

8

8

8

8

8

8

** La correlación es significativa al nivel 0,01 (bilateral).

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